Спасать человеческие жизни – это очень ответственная задача, возложенная на медицинских работников. И чтобы качественно справиться с ней, важно использовать простерилизованные, чистые медицинские инструменты. В статье подробно рассмотрим воздушный метод стерилизации и его особенности, положительные и отрицательные стороны.

Что такое стерилизация медицинских принадлежностей?

Стерилизация – это очищение медоборудования, удаление с его поверхности микробов, их спор, вирусов путем химического и физического воздействия. Медицинское изделие является стерильным, когда его вероятная биологическая нагрузка меньше или равна 10 в -6 степени. Все, в том числе и воздушный метод стерилизации, применяется для изделий из металла, стекла (подробнее рассмотрим ниже), которые контактируют с кровью человека, с поверхностью ран, прикасаются к слизистым оболочкам и могут нарушить их целостность.

Основные этапы стерилизации

Весь процесс стерилизации состоит из трех этапов:

1. Дезинфекция медицинских принадлежностей.
2. Проведение тщательной предстерилизационной очистки.
3. Непосредственно стерилизация.

Важно помнить, что стерилизация изделий медицинского назначения (воздушный метод) будет проведена качественно только при последовательном выполнении всех трех этапов. В противном случае на инструментах могут остаться микроорганизмы, которые при контакте с ранами или слизистой оболочкой приведут к заражению. Паровой, воздушный методы стерилизации очень похожи между собой, но у них есть существенные различия в режимах работы. Рассмотрим подробнее.

Главные требования к стерилизации мединструментов

Стерилизация является сложным процессом, поэтому для качественного ее проведения нужно соблюдать некоторые требования:

1. Эффективное очищение.
2. Необходимые упаковочные материалы.
3. Упаковка медицинских инструментов должна проходить с соблюдением всех правил.
4. Загружать стерилизатор медицинскими изделиями нужно по определенной технологии.
5. Мединструменты, которые подвергаются стерилизации, должны быть отличного качества и в строго соблюдаемом количестве.
6. После проведения стерилизации материал нужно правильно хранить, умело обращаться с ним и соблюдать правила транспортировки.

Весь процесс стерилизации инструментов проводится с того момента, когда была закончена операция, и до момента, когда инструмент сложен на хранение (либо до следующего использования). Правильно проведенная дезинфекция обеспечит стерильность и продлит возможный срок использования инструментов.

Все, в том числе и воздушный метод стерилизации, проводится по следующему алгоритму:

1. Провести механическую очистку использованного инструмента.
2. Проверить, нет ли повреждений на поверхности.
3. Затем помыть изделия.
4. Потом инструменты сушатся.
5. Затем их нужно сложить в стерилизационную упаковку.
6. Проводится непосредственно стерилизация.
7. После этого изделия хранятся в стерильном месте или используются при ближайшей необходимости. При правильной упаковке мединструменты могут храниться от суток до полугода.

Воздушный метод стерилизации

Способ воздушной стерилизации используется для обработки медицинских изделий, деталей аппаратов, которые сделаны из металлов, устойчивых к коррозии, стеклянных изделий с пометкой 200°С, а также резиновых медицинских изделий.

Перед стерилизацией нужно обязательно провести предстерилизационную очистку и тщательно высушить инструменты при температуре 85°С. Для сушки используют специальный сушильный шкаф. Весь процесс стерилизации по времени занимает около 2,5 часа (150 минут).

Предстерилизационная обработка медицинских изделий

Воздушный метод стерилизации может быть использован только после тщательной подготовки инструментов к этому процессу.

Итак, предстерилизационная обработка – это мероприятия, с помощью которых с поверхности медицинских инструментов удаляют белковые, жировые и лекарственные загрязнения. Этот процесс помогает сделать стерилизацию более эффективной, снизить риск пирогенных реакций.

Для правильной подготовки инструментов к стерилизации:

1. Готовят моюще-дезинфицирующий раствор и замачивают в нем использованные медицинские принадлежности.
2. Используя ватно-марлевые тампоны или ершики, тщательно вымывают инструменты в этом же растворе. Особое внимание нужно уделить местам соединений (замкам, просветам каналов), так как именно в них скапливаются вредные микроорганизмы. Ершики после использования нужно помыть и оставить в сухом месте, а ватные тампоны – выбросить.
3. Чистый инструмент прополаскивают в проточной воде, чтобы удалить следы и запах моющего раствора.
4. После этого каждый мединструмент отдельно прополаскивают в дистиллированной воде в течение 30 секунд.
5. После полоскания изделие тщательно высушивают. Его можно оставить сохнуть на открытом воздухе, а можно воспользоваться сухожаровым шкафом при температуре 85 градусов.
6. После проведения всех этапов проводится контроль качества предстерилизационной обработки путем постановки проб.

Когда обработка закончена, можно приступать непосредственно к стерилизации инструментов сухим горячим воздухом.

Режимы воздушного метода

Воздушный метод стерилизации режимы имеет разнообразные. Каждый из них отличается температурой и временем стерилизации. Именно разнообразие режимов работы и делает таким популярным воздушный метод стерилизации (сухой горячий воздух). Таблица расположена ниже.

Режимы и способы контроля за стерилизацией сухим горячим воздухом

Температура		Время		Контроль за процессом
Значение	Допустимое отклонение	Значение	Допустимое отклонение
160	+/- 3	150	+/- 5	Левомицетин
180	+/- 3	60	+/- 5	Винная кислота, тиомочевина
200	+/- 3	30	+/- 3	Ртутный термометр

Основной режим стерилизации воздушным методом – это температура 180°С и час времени. Такой режим является наиболее надежным и оптимальным.

Условия проведения воздушной стерилизации

Чтобы медицинские инструменты были продезинфицированы правильно сухим горячим воздухом, необходимо соблюдение некоторых условий:

1. Стерилизовать можно только полностью высушенные изделия.
2. Стерилизовать можно изделия, упакованные в мешочную непропитанную бумагу, устойчивую к влаге бумагу или вовсе без упаковки. В зависимости от выбора упаковки (или ее отсутствия) будет определено время хранения простерилизованных инструментов.
3. Запрещена стерилизация х/б материала.

Максимальные сроки хранения стерильных инструментов

Если инструменты были простерилизованы в упаковке (в бумаге), то их стерильность сохранится на протяжении трех суток. Что касается изделий, которые обрабатывались сухим горячим воздухом без упаковки, то их необходимо использовать сразу же после окончания процесса стерилизации.

Порядок работы на стерилизаторе при воздушном способе

Для проведения стерилизации горячим сухим воздухом используют воздушный стерилизатор. Есть несколько правил, которые необходимо соблюдать, чтобы избежать некачественной обработки инструментов.

Во-первых, нельзя загружать все предметы в стерилизатор навалом, они все должны быть аккуратно разложены.

Во-вторых, большие инструменты, которые занимают много места, нужно класть на верхнюю полку. Таким образом поток горячего воздуха будет равномерно распределен.

В-третьих, сложные изделия, такие как ножницы или зажимы, нужно складывать в стерилизатор раскрытыми, чтобы обработка воздухом была более качественной. Шприцы надо класть в разобранном виде, а медицинскую посуду нельзя складывать одну в другую. То есть нельзя поместить стакан в стакан. Каждый инструмент должен быть отдельно разложен.

Алгоритм работы на воздушном стерилизаторе

1. Стерилизатор не нужно предварительно разогревать, все инструменты складываются внутрь холодного оборудования.
2. После этого его включают, и он нагревается.
3. Когда стерилизатор нагреется до нужной температуры (180 градусов), начинается отсчет времени стерилизации (один час).
4. По истечении времени оборудование выключают и ждут, пока оно остынет до 40-50 градусов.
5. Затем достают обработанные медицинские инструменты.

Преимущества воздушного способа стерилизации

Воздушный метод стерилизации имеет неоспоримое преимущество перед паровым методом: низкая себестоимость необходимого оборудования.

Кроме того, есть и другие положительные качества:

1. Такой метод обладает низкими коррозийными свойствами.
2. Глубоко проникает в материал и обеспечивает качественную обработку.
3. Не нуждается в аэрации.
4. Не наносит вреда окружающей среде.

Недостатки стерилизации сухим горячим воздухом

Несмотря на ряд преимуществ, воздушный метод стерилизации имеет и отрицательные стороны.

Недостатки этого метода:

1. Большая энергоемкость метода.
2. Слишком длительный цикл. Для стерилизации необходимо минимум полчаса и дополнительное время (около часа) на нагревание и остывание оборудования.
3. Таким способом невозможно стерилизовать тканевые и пластмассовые изделия.
4. Многие металлические инструменты не очень хорошо переносят обработку такой высокой температурой: они теряют свои свойства и быстро тупятся.

Заключение

В статье мы подробно изучили самый известный и широко используемый метод стерилизации медицинских инструментов - обработка сухим горячим воздухом (воздушный способ), его особенности, положительные и отрицательные стороны. Именно этим методом пользуются большинство современных больниц.

В заключение хочется сказать, что неважно, какой метод стерилизации был выбран, главное, чтобы чистка и дезинфекция изделий были проведены качественно и с соблюдением всех правил.

Сам процесс обеззараживания инструментов в целом подразумевает дезинфекцию, за которой следует очистка и стерилизация. Правила этих процедур утверждены Минздравом РФ. Прежде чем рассматривать методы стерилизации инструментов, которые используются в современной медицине, стоит ознакомиться с общим понятием дезинфекции.

Что собой представляет дезинфекция

Этот термин используется для определения процедуры, позволяющей провести уничтожение условно-патогенных и патогенных микроорганизмов на любых поверхностях помещения, в том числе и на полу, стенах, выключателях, изделиях, имеющих медицинское назначение, посуде и т. д.

Подобные методы должны использоваться в любом учреждении, имеющем лечебно-профилактический профиль. В качестве ключевой задачи дезинфекции можно назвать ликвидацию, равно как и предупреждение процесса накопления, размножения, а также распространения возбудителей заболеваний.

Дезинфекция может иметь как очаговую, так и профилактическую форму. В рамках этой процедуры могут использоваться различные методы. Стерилизация в этом случае ориентирована на защиту людей от возможности заражения. Такой процесс подразумевает влажную ежедневную и генеральную уборку, которая проводится каждую неделю. А вот очаговая дезинфекция осуществляется лишь в том случае, когда возникает подозрение на возникновение и распространение инфекции в ЛПУ.

Что используется для эффективной дезинфекции

Говоря о конкретном препарате, который используется для нейтрализации микроорганизмов, стоит отметить, что его выбор осуществляется в зависимости от того, с каким инфекционным заболеванием приходится иметь дело.

На степень дезинфекции влияет и вид медицинского изделия. Исходя из этого, данный процесс может иметь высокий, промежуточный и низкий уровень.

Сами инструменты и медицинские изделия можно разделить на несколько категорий:

1. Критические. Используются для проникновения в сосуды, стерильные ткани организма, по причине чего контактируют с инъекционными растворами или кровью.

2. Полукритические. В процессе их эксплуатации осуществляется контакт с поврежденной кожей или слизистыми оболочками.

3. Некритические. Они нужны для контакта с неповрежденной кожей.

Методы стерилизации изделий медицинского назначения

Эту процедуру можно определить как часть мер дезинфекции. При этом стоит отметить, что проводится она с использованием нескольких ключевых методик:

1. Паровой метод. Для того чтобы получить нужный результат, используется водяной пар под давлением. Реализовать такой подход к стерилизации можно при помощи специального оборудования - автоклава.

2. Химический метод стерилизации. В этом случае в ход идут специальные химические растворы. Могут применяться такие дезинфектанты, как перекись водорода или аламинол.

3. Воздушная очистка. Здесь применяется сухой горячий воздух, который генерируется при помощи духового шкафа.

4. Физический. Суть его сводится к обработке инструментов посредством кипячения в дистиллированной воде, в которую может добавляться натрий.

5. Биологический. В его основании лежит использование антагонизма разных микроорганизмов. Посредством воздействия бактериофагов достигается уничтожение синегнойной палочки, брюшнотифозных бактерий, стафилококков и др.

6. Радиационный. Инструменты подвергаются воздействию гамма-лучей.

7. Использование плазмы.

Наиболее широкое распространение получила паровая стерилизация. Ее основные преимущества сводятся к удобству использования, небольшим временным затратам и универсальности (возможна обработка любых инструментов).

Но важно понимать, что все методы и режимы стерилизациинаходят свое применение в учреждениях лечебно-профилактического профиля, и одной лишь паровой методикой дело не ограничивается. Поэтому основным из них стоит уделить больше внимания.

Использование пара

Обращая внимание на паровой метод стерилизации, нужно отметить, что он пока остается наиболее доступным и надежным способом обработки термоустойчивых медицинских изделий в ЛПУ.

Инструменты помещаются в специальные упаковки или же коробки, которые могут быть как с фильтром, так и без него. В качестве стерилизующего средства используется насыщенный водяной пар, находящийся под избыточным давлением. Что касается тех инструментов, которые сделаны из латуни или нержавеющей стали, то они при автоклавировании фактически не подвергаются воздействию. Перемены, если и происходят, то незначительные.

Паровой метод стерилизации используется преимущественно для дезинфекции специальных и общих хирургических инструментов, деталей аппаратов и приборов, сделанных из металлов, устойчивых к воздействию коррозии, шприцев (пометка 200 °С), стекла, латексных и резиновых изделий, некоторых видов пластмасс, шовного и перевязочного материала, а также хирургического белья.

Помимо этого, паровой метод может применяться для стерилизации лигатурного Речь идет о хирургических крученых шелковых и полиэфирных шнурах и др.

Воздушный метод

Использование сухого горячего воздуха можно определить как наиболее старую методику. Более того, на протяжении всего прошлого столетия она являлась самым распространенным способом борьбы с риском заражения. Но в данный момент современная медицина использует воздушный метод стерилизациивсе реже, отдавая предпочтение паровому.

Для того чтобы оказать нужное воздействие на инструменты, в рамках данного процесса задействуют воздушные стерилизаторы, температура в которых достигает отметки в 160-180 °С. При этом сухой жар никогда не используется для стерилизации инъекционных растворов. Это можно объяснить тем фактом, что по причине низкой теплопроводности воздуха температура растворов не успевает достичь нужного уровня. А вот тальк, термостойкие порошки, вспомогательные материалы и стеклянную тару можно успешно обрабатывать.

Качество процесса стерилизации во многом зависит от того, насколько равномерно распределится горячий сухой воздух в камере. При этом лучшими принято считать те стерилизаторы, которые позволяют получить ламинарный поток воздуха, нагревающийся до нужной температуры.

Использование химии

Химический метод стерилизации нельзя назвать основным, но функцию вспомогательного процесса он выполняет достойно. Эта процедура используется для обработки тех инструментов, которые не способны выдержать высокие температуры.

Сам процесс проходит в герметичных камерах, наполненных Обычно для полноценной стерилизации требуется от 15 до 16 часов. При этом температура внутри сохраняется на уровне 18 °С.

Также для достижения полного обеззараживания инструментов могут использоваться сильнодействующие специальные растворы (формалин, повидон-йод, первомур и др.).

Плазменная методика

При возможности в ЛПУ ею заменяется химическое воздействие. Суть в том, что после обработки растворами или окисью этилена использовать инструменты некоторое время нельзя - из-за токсического воздействия в процессе стерилизации. При использовании плазмы подобные проблемы исключаются.

Суть метода относительно проста: для дезинфекции инструментов подаются пары перекиси водорода и ее плазма, температура которой находится на уровне 36 °С. Далее, благодаря воздействию электромагнитного поля, происходит образование свободных радикалов, которые нейтрализуют болезнетворные микроорганизмы. Чтобы достичь нужного результата, понадобится 30-40 минут подобного воздействия на медицинские инструменты и материалы.

Можно использовать и другие методы. Стерилизация озоном, например, также показывает неплохие результаты при обработке изделий, не попадающих в категорию термостойких.

Радиационный метод

В этом случае обработка инструментов производится при помощи воздействия гамма-лучей. Применяют такой способ дезинфекции для подготовки тех инструментов, которые чувствительны к влиянию химических соединений и высокой температуры. При данном подходе к дезинфекции микроорганизмы уничтожаются благодаря высвобождению ионизирующей энергии.

Стоит отметить, что этот способ за последнее время стал не менее популярным, чем другие методы. Стерилизация такого типапривлекает внимание благодаря нескольким ощутимым преимуществам:

Инструменты и материалы можно использовать сразу после завершения процесса дезинфекции;

Эффективная обработка возможна даже в герметичных упаковках, которые впоследствии могут храниться достаточно долго;

На инструментах не остается токсических веществ.

Контроль качества

В любых ЛПУ при дезинфекции используются различные методы контроля стерилизации. Речь идет о следующих действиях:

1. Подготовка инструментов. Производится удаление мелких частиц, которые могли остаться после операции.

2. Воду выбирают только высокого качества и обязательно мягкую. Это позволяет избежать повреждений автоклава и непосредственно самого материала, который стерилизуется. Лучшим вариантом будет дистиллированная или деминерализованная вода.

3. Производится постоянный контроль давления, температуры и длительности всего процесса.

4. Фиксируется соответствие нормам загрузки количества стерилизуемого материала.

Очевидно, что физические методы стерилизации давно не являются единственным в современной медицине. Благодаря стремительному развитию технологий подход к подготовке инструмента в российских ЛПУ можно охарактеризовать как гибкий и эффективный.

Безопасная больничная среда

Стерилизация. Виды и методы стерилизации

Студент должен знать:

условия дезинфекции и стерилизации;

способы и этапы предстерилизационной очистки (обработки);

методы контроля качества предстерилизационной очистки и стерилизации;

методы и режимы стерилизации;

сроки годности стерильных объектов.

Студент должен уметь:

определять стерильность объекта по сроку годности и по индикаторам;

проводить деконтаминацию инструментов;

упаковывать шприцы и иглы в крафт-бумагу;

упаковывать шприцы и иглы в мягкую бязевую упаковку;

работать с острыми предметами;

оказать себе помощь в случае попадания биологической жидкости на кожу и слизистые оболочки п при травмировании использованными предметами;

обращаться со стерильным биксом.

Вопросы для самоподготовки

Деконтаминация медицинских инструментов.

Что такое стерилизация?

Какой документ лежит в основе стерилизации и дезинфекции?

Методы и режимы стерилизации.

Режим стерилизации в автоклаве резиновых изделий.

Режим стерилизации в автоклаве металлических изделий.

Методы проверки качества стерилизации.

Правила пользования стерильным биксом.

Меры профилактики заражения ВИЧ-инфекцией и гепатитом в ЛПУ.

Стерилизация - уничтожение всех микроорганизмов и их вегетативных форм, например, спор (обеспложивание ) - обеспечивает гибель в стерилизуемом материале вегетативных и споровых форм патогенных и непатогенных микроорганизмов. Стерилизации должны подвергаться все предметы или отдельные детали диагностической аппаратуры, которые соприкасаются с раной, кровью и другой биологической жидкостью. А также инъекционными приборами, с поврежденными слизистыми оболочками и др. Стерилизация - является важнейшим звеном в комплексе неспецифической профилактики ВБИ (внутрибольничной инфекции), фактором передачи возбудителей которых, служат нестерильные изделия медицинского назначения, но во всех случаях, стерилизация является последним барьером, защищающим пациента от таких инфекций .

Стерилизация медицинского оборудования – процедура санитарно-гигиенической обработки изделий, представляющих эпидемиологическую опасность и способных стать источником распространения инфекционных заболеваний.

Большинство медицинских инструментов непосредственно взаимодействуют с физиологическими жидкостями и тканями организма человека. Во избежание заражения и микробного обмена контактирующих сред проводят стерилизацию – обязательную в медицине процедуру, направленную на поддержание здоровой и безопасной атмосферы в учреждениях медицинского профиля.

В настоящее время разработано несколько способов обработки медицинских изделий с применением различных видов стерилизационного оборудования. Выделяют физические и химические методы стерилизации. В основу заложена паровая, воздушная, инфракрасная или гласперленовая технологии. Соответственно, обработка инструмента производится с помощью водяного насыщенного пара, сухого горячего воздуха, инфракрасного излучения или сильно разогретых стеклянных шариков.

Виды стерилизации : 1. централизованная и 2. децентрализованная.

Централизованная стерилизация – Весь материал для стерилизации после дезинфекции поступает в центральное стерилизационное отделение (ЦСО), где и проводится предстерилизационная обработка (ПСО) и стерилизация, специально обученным медперсоналом.

Децентрализованная стерилизация – Весь материал, требуемый стерилизации, дезинфицируют, проводят предстерилизационную обработку (ПСО), затем стерилизуют на местах (например, в частных стоматологических кабинетах).

У нас в стране введен отраслевой стандарт «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения» (ОСТ 42 - 21 - 2 - 85) . Этим стандартом установлены методы, средства и режимы стерилизации и дезинфекции.

1. Термическая (физическая) стерилизация:

Наибольшее распространение в российских ЛПУ получила классическая стерилизация медицинского оборудования горячим паром или воздухом. Это обусловлено удобством термической технологии: инструмент может обрабатываться в упаковке, после завершения процедуры на его поверхности не остается остатков химических препаратов. Новые модели термических стерилизаторов отличаются поддержанием стабильных температурных параметров и высокой скоростью работы.

К стерилизационному оборудованию сегодня предъявляются высокие требования. К ним относятся: высокая активность и эффективность; безвредность для людей и окружающей среды; совместимость с материалами, используемыми в медицинской промышленности; широкий диапазон настроек и режимов; возможность точной дозировки и контроля над процессом; удобство эксплуатации.

Несколько режимов стерилизационной обработки позволяют поддерживать требуемые параметры в рабочей камере в течение всего сеанса обработки. Новейшая является полностью автоматизированной, оснащается звуковой сигнализацией, визуальными индикаторами, системой самонаблюдения, самотестирования и самоблокировки.

Производители медицинского стерилизационного оборудования постоянно работают над поиском технологий, позволяющих осуществлять стерилизацию в максимально быстром и безопасном режиме. Разрабатываются новые химические средства, дающие возможность осуществлять бережную обработку технически сложных инструментов, выполненных из разнородных материалов. Одновременно совершенствуется автоматика стерилизующих установок: расширяются возможности индикации процессов, повышается надежность внешнего и внутреннего контроля.

Эталонная стерилизующая техника должна обеспечивать полноценную обработку изделий любой конструкции, выполненных из любых материалов при минимальных затратах времени, быть полностью управляемой, экономичной и экологически безопасной, поддерживать обработку упакованного инструмента и не оставлять на обрабатываемой поверхности остатков стерилизующих препаратов.

Качество стерилизации медицинского оборудования зависит как от полезных характеристик применяемого оборудования и химических составов, так и от добросовестности и ответственности медицинского персонала. Каждому из этих факторов необходимо уделять внимание: оборудование должно обновляться, персонал – проходить стажировки и обучаться работе с новыми установками. Всё стерилизационное оборудование должно подвергаться профилактическому ремонту и периодическому контролю его состояния и функциональности.

Неадекватная стерилизация медицинского оборудования чревата серьёзными последствиями: вспышками внутрибольничных инфекций, операционными осложнениями, высоким риском для здоровья медперсонала и пациентов. Поэтому к вопросу закупки стерилизационного оборудования следует подходить со всей ответственностью, отдавая предпочтение надежной и качественной продукции известных фирм-производителей.

Стерилизация воздушным методом

(сухим жаром)

Режимы стерилизации

Применение

срок сохранения стерильности

Применяемое оборудование

основной

180°С - 60 минут

щадящий

160°С - 150 минут

Изделия из металла, термостойкого стекла

Изделия из металла, стекла и силиконовой резины

Сухие изделия в разобранном виде упаковывают в крафт-бумагу, мешочную влагопрочную бумагу, бумагу для упаковки продукции на автоматах марки - Е, бумагу марки ОКМВ-120, бумагу двухслойную крепированную или без упаковки (в открытых ёмкостях) - открытый способ

В бумажной упаковке могут храниться - 3 суток, изделия, простерилизованные открытым способом, хранению не подлежат, они должны быть использованы сразу же после стерилизации

Воздушный стерилизатор

(сухожаровой шкаф)

Стерилизация паровым методом

(автоклавирование)

Режимы стерилизации

Применение

Условия проведения стерилизации

Срок сохранения стерильности

Применяемое оборудование

основной

132°С - 2,0 атм. - 20 минут

щадящий

120°С - 1,1 атм. - 45 минут

Изделия из коррозионностойкого металла, стекла, изделий из текстильных материалов, резины,

латекса и отдельных полимерных материалов (полимер высокой прочности, ПВХ, пластика).

Изделия из резины, латекса и полимерных материалов

Стерилизацию проводят в стерилизационных коробках (биксах) без фильтров и с фильтрами; в двойной мягкой упаковке из бязи, пергамента, мешочной влагопрочной бумаги, бумаги для упаковки продукции на автоматах марки Е, бумаги марки ОКМВ-120, бумаги двухслойной крепированной

Изделия, простерилизованные в биксах без фильтров, в упаковке из 2-слойной бязи - 3-е суток; в пергаменте или мешочной влагопрочной бумаги, бумаги двухслойной крепированной, в стерилизационных коробках с фильтром - могут храниться 20 дней.

Паровой стерилизатор

(автоклав)

Стерилизация в среде нагретых шариков

(гласперленовый метод)

В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные и др.). Изделия стерилизуют в неупакованном виде и используют сразу же. Ясно, что этот метод применим при децентрализованной стерилизации

Разработана также стерилизация ультразвуком и электротоками разной частоты, которая ещё не приобрела практического значения для деятельности лечебных учреждений.

Особенности плазменной стерилизации

Пла́зма (от греч. πλάσμα «вылепленное», «оформленное») - частично или полностью ионизированный газ, в котором плотности положительных и отрицательных зарядов практически одинаковы. Образуется из нейтральных атомов (или молекул) и заряженных частиц (ионов и электронов).

Около 30% инструментов, деталей оборудования и вспомогательных приспособлений в современных медицинских учреждениях являются термолабильными и неустойчивыми к воздействию агрессивных химических препаратов. К ним относятся электронные и оптоволоконные инструменты, изделия из полимерных материалов, датчики мониторов, зонды и катетеры и другие устройства.

Неустойчивость медицинских изделий к высокой температуре не позволяет стерилизовать их в сухожаровых шкафах и автоклавах. Химические способы также не подходят для стерилизации инструментов указанного типа. Поэтому клиники нуждаются в эффективных технологиях обработки оборудования, позволяющих уничтожить все формы микроорганизмов, не повреждая его.

Пероксидно - плазменная стерилизация

Пероксидно-плазменная стерилизация - это воздействие на инструменты плазмой перекиси (пероксида) водорода, образующейся при низких температурах под влиянием электромагнитного поля.

Обработка медицинских изделий производится при температуре 35-50°C, что обеспечивает сохранность термолабильного оборудования. Катион водорода и гидроксид-ион, являющиеся основными активными элементами плазмы перекиси водорода, не разрушают металлы, полимеры, стекло и другие материалы, из которых изготавливаются медицинские приборы и инструменты.

Губительное воздействие плазмы на все формы микроорганизмов обеспечивается высокой окислительной способностью гидроксид-иона и катиона водорода, а также молекул перекиси водорода. Плазменная стерилизация позволяет уничтожить как вегетативные формы бактерий, так и их споры, а также вирусы. Данный метод эффективен в отношении устойчивых во внешней среде микроорганизмов, к которым относятся вирус гепатита B, микобактерии туберкулеза, синегнойная палочка и другие патогенные и условно-патогенные микробы.

Процесс обработки инструментов в плазменном стерилизаторе

В первую очередь инструменты должны пройти предстерилизационную обработку, к которой относятся и механическая очистка с использованием моющих средств. Далее оборудование и приспособления должны высохнуть, после чего их необходимо упаковать в специальные полиэтиленовые пакеты, имеющие индикаторы эффективности стерилизации.

Затем оборудование помещается в плазменный стерилизатор. Этот прибор работает в автоматическом режиме, поэтому процесс стерилизации не требует контроля со стороны медицинского персонала.

Время стерилизации зависит от выбранного режима и концентрации используемого раствора перекиси водорода. Стерилизатор PS-100 обеспечивает эффективную обработку инструментов в течение 50 минут при использовании 60%-ного пероксида водорода.

Преимущества плазменной стерилизации

Экономичность, безопасность и высокая эффективность относятся к преимуществам плазменной стерилизации.

Экономичность

Стерилизатор PS-100 расходует 2,5 мл 60%-ного раствора перекиси водорода за один цикл обработки изделий. Это уменьшает расход химических средств стерилизации медицинским учреждением.

Сокращение времени обработки инструментов снижает расход электроэнергии. Кроме этого, плазменный стерилизатор PS-100 имеет небольшие физические размеры, что сокращает необходимую для его установки площадь.

Плазменный метод является щадящим по отношению к стерилизуемым инструментам и оборудованию. Это позволяет увеличить количество циклов использования и стерилизации дорогостоящих медицинских устройств.

Безопасность

В процессе плазменной стерилизации не образуются опасные для человека и окружающей среды отходы. Поэтому PS-100 можно эксплуатировать в помещениях, не имеющих специальных вентиляционных систем.

Стерилизация происходит в условиях низкой температуры и нормального атмосферного давления, что уменьшает вероятность травмирования персонала даже при нарушении техники безопасности.

Эффективность

Плазменный метод эффективен при обработке различных медицинских изделий, которые не поддаются другим видам стерилизации из-за угрозы выхода из строя. При этом надежность стерилизации контролируется с помощью индикаторов.

В плазменном стерилизаторе оборудование обрабатывается в специальных пакетах, что позволяет сохранять его стерильность до очередного использования без проведения повторной обработки.

2 . Химическая стерилизация:

основаны на газовой (воздействие окисью этилена), плазменной (обработка парами перекиси водорода в низкотемпературной плазменной среде), жидкостной (обработка химическими растворами – альдегид-, кислород- содержащими) технологиях. Химические стерилизующие составы обязаны обладать высоким бактерицидным действием (в том числе в отношении устойчивых бактерий и микробов), хорошей проникающей способностью и токсикологической безопасностью. Поводом к развитию химической стерилизации послужило распространение эндоскопических приборов, некоторые рабочие части которых не выдерживают высоких температур, применяемых в физических стерилизующих установках.

Стерилизующий агент

Режимы стерилизации

Применение

Условия

Раствор перекиси водорода - 6%

Дезоксон - 1 - 1%

(по надуксусной кислоте)

Первомур - 4,8%

Бианол - 20%

Лизоформин - 3000 - 8%

Глутарал без разведения

Сайдекс без разведения

Гигасепт фф - 10%

1). 18° - 360 минут

2). 50° - 180 минут

Не менее 18° - 45 минут

Не менее 18° - 15 минут

21° - 600 минут

40° - 60 минут

21° - 240 минут

21° - 600 минут

21° - 240 минут

21° - 600 минут

21° - 600 минут

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, коррозионностойких металлов

Лигатурный материал (нити хирургические, шнуры хирургические полиэфирные)

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Инструменты из металла

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Инструменты из металла

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Использовать ёмкости полимерные или эмалированные (без повреждений), или из темного стекла с плотно закрывающимися крышками.

Изделия должны полностью быть покрыты раствором (на глубине не менее 1см от поверхности раствора), в разобранном виде, все полости заполнены раствором. После стерилизации изделия промываются стерильной водой.

Стерилизация газом

Газовая стерилизация применяется для эндоскопических инструментов, принадлежностей для анестезии и реанимации, изделий из пластических масс. Для этих целей применяют пары формалина, оксид этилена в смеси с бромидом метила. Для стерилизации используются автоматические газовые камеры. Медицинские изделия упаковывают в полиэтиленовую плёнку, в пергаментную бумагу, в бумажные пакеты. Газовым методом следует стерилизовать лишь те объекты, которые не выдерживают стерилизацию в автоклаве и в сухожаровом шкафу. В промышленном масштабе стерилизуют изделия для однократного применения (шприцы, иглы, полимерные катетеры, зонды и т. д.). Срок стерильности устанавливает завод (до 5 лет, в зависимости от упаковки). Способ стерилизации озоном , применяется при децентрализованной стерилизации

3. Радиационная (лучевая) стерилизация

Лучевая стерилизация применяется на предприятиях медицинской промышленности, выпускающих изделия одноразового пользования. Стерилизующим агентом служат радиационные лучи - Υ и β. Доза облучения не должна бать менее 2,5 Мрад (25000 Гр). Эта доза, обладая достаточным бактерицидным действием, не вызывает наведенной радиации, что особенно важно при стерилизации. Срок стерильности до 5 лет (в зависимости от упаковки).

Радиационная стерилизация имеет ряд преимуществ. Прежде всего, она позволяет обеспложивать предметы из термолабильных (не переносящих высокой температуры) материалов, которые всё чаще и чаще применяются в клинической практике (эндопротезы, шовный материал, лекарственные растворы, шприцы, катетеры и др.). Стерилизацию можно проводить в герметичной упаковке.

Контроль качества стерилизации

Проверку температурного режима осуществляют с помощью максимальных ртутных термометров , которые помещают в контрольные точки стерилизаторов.

Для контроля температуры используют также химические индикаторы (индикаторы типа ИС, химические тесты) , которые помещают в контрольные точки. Индикаторы типа ИС представляют собой полоску бумаги с нанесенным на неё индикаторным слоем и предназначены для оперативного визуального контроля совокупности параметров (температура и время) режимов работы паровых и воздушных стерилизаторов. Для проверки качества стерилизации в автоклавах используют -индикаторы - ИС - 120 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для щадящего режима и индикаторы - ИС - 132 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для основного режима. Для проверки качества стерилизации в сухожаровых шкафах используют индикаторы - ИС - 160 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для щадящего режима и индикаторы - ИС - 180 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для основного режима.

Бактериологический контроль работы стерилизационной аппаратуры осуществляют с помощью биотестов на основании гибели спор термоустойчивых организмов. Биотесты представляют собой дозированное количество спор тест-культуры Bacillus stearotemophilus ВКМ В-718. Эти биотесты применяются в автоклавах. В сухожаровых шкафах применяют биотесты с культурой Bacillus licheniformis шт. G ВКМ В-1711 D .

Биотест упаковывают (для предупреждения вторичного обсеменения после стерилизации). Упакованные тесты помещают в контрольные точки стерилизаторов и стерилизуют. Поле стерилизации биотесты направляются в бактериологическую лабораторию, где с них делается посев на питательную среду.

Основанием для заключения об эффективности работы стерилизационной аппаратуры является отсутствие роста тест-культуры всех биотестов в сочетании с удовлетворительными результатами. Физического контроля (термовременные индикаторы (стелетесты и стелеконты) и т. д.).

Химические методы контроля с помощью химических веществ (мочевина, бензойная кислота, тиомочевина, аскорбиновая кислота и др.) уже устарели и их сейчас не используют.

Кроме того, в ЛПУ проводится плановый контроль службой СЭН 2 раза в год и бактериологической лабораторией ЛПУ - 1 раз в месяц, а контроль стерильности инструментария, перевязочного материала, операционного поля, рук хирурга и медсестры - 1 раз в неделю.

Правила пользования стерильным биксом

Транспортировать стерильные биксы в непромокаемых мешках.

Если транспортировка проводилась без мешка, то перед использованием бикс следует обработать снаружи 1% раствором хлорамина, проверить окошки, которые должны бать закрыты.

Вымыть руки (гигиенический уровень).

Отметить дату вскрытия на бирке.

Вскрыть бикс, проверить тест на стерильность.

Держать крышку открытой не более 30 секунд.

Не держать крышку за внутреннюю сторону.

Заправлять пелёнку, в которую завернут стерильный материал в бикс или, если будет использован сразу весь материал, то заправлять не обязательно.

доставать из бикса стерильный материал только длинными инструментами (корнцангом или длинным пинцетом).

После вскрытия бикса он считается стерильным в течение рабочей смены.

Если бикс случайно «запачкан», то надо открыть окошки бикса (если бикс старый) и зачеркнуть на бирке дату стерилизации и на новых и на старых. Нестерильный бикс поставить отдельно от стерильных биксов.

Домашнее задание:

Лекции.

С.А.Мухина, И.И.Тарновская. Практическое руководство к предмету «Основы сестринского дела», стр. 51 - 56.

Учебно-методическое пособие по основам сестринского дела, стр. 264 - 273.

Из интернета:

Биологические методы контроля

Использование бактериологических культур для подтверждения надежности стерилизаиионных мероприятий называют бактериологическим контролем.

Биологический индикатор (БИ) - устройство, содержащее определенное количество жизнеспособных микроорганизмов, обладающих высокой резистентностью к инактивации в стерилизационном процессе. Резистентность биоиндикатора, предназначенного для конкретного метода стерилизации, должна быть охарактеризована количественно. Например, характеристиками индикатора для стерилизации паром должны быть величины D 10 и Z; первая означает время, в течение которого при определенной температуре микробная популяция уменьшается в 10 раз, вторая - увеличение (уменьшение) температуры (o С), при которой величина D 10 уменьшается (увеличивается) в 10 раз. Простота интерпретации результата - если погибла более многочисленная популяция более резистентного тест-организма в БИ, то должна погибнуть и остальная микрофлора в данном стерилизационном цикле, делает биоиндикаторы весьма привлекательными при организации надежной стерилизации.

В зависимости от дизайна индикаторы могут быть раздельными, в которых микробная тест-культура после стерилизационного цикла переносится в стерильную питательную среду для последующего инкубирования, и автономными, в которых тест-культура, нанесенная на инертный носитель, и питательная среда (в отдельной ампуле) помещены в одну упаковку и стерилизуются вместе. После стерилизации ампула со средой разрушается, и индикатор инкубируется. Биологические индикаторы раздельного типа рекомендуется применять в случае невозможности размещения автономных индикаторов в (на) стерилизуемом изделии, при оценке надежности стерилизации отдельных частей стерилизуемого изделия, определения наиболее труднодоступных для стерилизации мест. Существенным недостатком биоиндикаторов раздельного типа является необходимость создания асептических условий для переноса тест-организма после стерилизации в питательную среду, чтобы избежать контаминации индикатора. Причем риск получения ложного результата всегда остается. Автономные биоиндикаторы лишены этого недостатка. Но у них имеется свой, связанный с возможностью уменьшения чувствительности питательной среды при температурной (паровая, воздушная) стерилизации. Наличие микробного роста в биоиндикаторе может определяться после инкубирования по увеличению мутности микробной суспензии, по изменению окраски рН-индикатора или то и другое одновременно.

В последние годы разработаны индикаторы, в которых наличие микроорганизмов, сохранивших жизнеспособность после стерилизации, определяется по флуоресценции. Эти индикаторы имеют значительное преимушество, т. к. из-за высокой чувствительности флуоресцентного способа индикации ответ о качестве стерилизации могут давать в течение 1 часа после окончания цикла стерилизации вместо 24-48 часов.

Таким образом, БИ относятся к типу интегрированных многопараметровых индикаторов, в которых все факторы летальности одинаково влияют как на тест-организм в индикаторе, так и контаминирующую микрофлору на стерилизуемом изделии.

При создании БИ выбирается тест-организм, резистентность которого к конкретному стерилизационному процессу превышает резистентность контаминирующей микрофлоры. Кроме того, количество этих микроорганизмов в БИ должно превышать суммарную популяцию на стерилизуемых изделиях. А так как кинетика гибели тест-объекта и контаминанта подчиняется одному закону, то соблюдение требований по резистентности и количеству микроорганизмов в БИ предусматривает большой запас вероятности полной гибели контаминирующей микрофлоры.

Помещенные внутри стерилизуемых изделии БИ могут свидетельствовать и документально подтверждать достижение критических параметров стерилизации непосредственно в изделиях.

Таким образом, в настоящее время существует достаточное количество средств контроля стерилизации для объективного суждения о ее надежности, но отсутствует система их оптимального использования.

Под системой контроля стерилизации подразумевается комплекс методов с указанием объема и периодичности их проведения и описанием порядка действий персонала в различных ситуациях. Системы контроля должны быть адекватны методу стерилизации, типу стерилизатора и его оснащенности штатными контрольно-измерительными устройствами, степени физического и морального износа. Контролю должны подвергаться все критические параметры метода стерилизации.

Персонал, выполняя предусмотренные системой контроля мероприятия, должен получить возможность сделать заключение о соответствии стерильной продукции требуемым нормам. Создание такой системы особенно актуально в странах СНГ, где до настоящего времени эксплуатируется морально и физически устаревшее стерилизационное оборудование.

Химическая, плазменная и др. методы стерилизации

Стерилизация (от лат. sterilis – бесплодный) – уничтожение всех патогенных и непатогенных организмов на любой стадии развития. Поставляемое нашей компанией оборудование для стерилизации позволяет достичь 100% стерильности материала. Ко многим средствам стерилизации устойчивы споры микроорганизмов, поэтому в отношении изделий медицинского назначения стерилизующими считаются средства со спороцидным действием.
Изделия медицинского назначения, которые входят в контакт с физиологическими жидкостями пациента, растворами для инъекций, со стерильными в норме тканями, относятся к разряду критических. Эти изделия несут опасность инфицирования и требуют стерилизации после каждого однократного использования. Кроме медицинских инструментов стерилизацию также проходят перевязочные материалы, спецодежда медработников, резиновые перчатки и т.д.

Основные этапы стерилизации

Современные стерилизационные приборы отличаются небольшим сроком воздействия и высокой степенью автоматизации, то есть участие человека в процессе стерилизации сведено к минимуму. Процесс стерилизации предполагает комплекс подготовительных работ: мытье изделий медицинского назначения, дезинфекция, сушка, комплектация и упаковка. Поэтому продолжительность стерилизации зависит от методов предстерилизационной очистки. Средства такой очистки, кроме высокой эффективности и удобства применения, должны быть также максимально безопасны для человека и окружающей среды.

Методы стерилизации

Для применения в лечебных учреждениях разрешено несколько методов стерилизации. По способу воздействия их можно в целом разделить на физические и химические.

К физическим (термическим) методам относятся паровая стерилизация (автоклавирование водяным паром под давлением), воздушный (обработка сухим горячим воздухом), инфракрасное излучение и гласперленовый (обработка в среде нагретых стеклянных шариков).

Эти методы считаются традиционными. Большинство медицинских учреждений используют высокоэффективный и экономичный метод паровой стерилизации, подходящий для большинства предметов медицинского назначения. Этот метод обеспечивает стерильность не только поверхности изделия, но и всего изделия целиком. В России до сих применяется воздушная стерилизация, хотя в большинстве развитых стран от нее постепенно отказываются. Для такой стерилизации применяются сухожаровые шкафы.

Физические методы стерилизации предполагают использование высокотемпературного режима от 121°С, что не подходит для большинства современных медицинских приборов и сложных инструментов. Это послужило основанием к повсеместному распространению низкотемпературных методов стерилизации.

К химическим (низкотемпературным) методам , применяемым в медицине, относятся газовый, жидкостный и плазменный методы стерилизации. Жидкостная стерилизация проводится при помощи химических растворов. Стерилизация растворами химических веществ считается вспомогательным методом, но имеет два важнейших преимущества: во-первых, это возможность обработки объектов из термочувствительных материалов (инструменты, содержащие пластик, силикон, оптоволоконные, микрооптические, микрохирургические и т.п.); во-вторых, она наиболее дешева по сравнению с другими методами. Среди газовых выделяются этиленоксидный и формальдегидный. Газовую стерилизацию проводят в стационарных установках для стерилизации.

Газовая стерилизация Этиленоксидом
Оксид этилена – одно из самых востребованных веществ в медицинских учреждениях мира. Несомненным достоинством газовой стерилизации этиленоксидом является щадящий температурный режим, позволяющий обрабатывать изделия из пластика, полимерных материалов и оптику. Подготовленные, высушенные и упакованные медицинские изделия помещают в газовую камеру стерилизационного прибора, герметично закрывают, удаляют воздух до определенного уровня давления и подают в камеру газ.

Формальдегид

Формальдегид имеет низкую проникающую способность и больше подходит для качественной дезинфекции, чем для стерилизации. Температура при стерилизации парами формальдегида должна быть не меньше 80°С, что ставит под сомнение определение этого метода как низкотемпературного. Кроме того, некоторые медицинские изделия не могут быть обработаны парами формальдегида (полые инструменты, с каналами и отверстиями).

Оба эти метода имеют недостатки: высокая токсичность агентов и длительная вентиляция стерильных изделий.

Плазменный метод

Плазменный метод позволяет создать биоцидную среду на основе водного раствора пероксида водорода, а также низкотемпературной плазмы. Это самый современный метод стерилизации, известный на сегодняшний день. Он позволяет стерилизовать любые медицинские изделия, от полых инструментов до кабелей, электроприборов и вообще тех изделий, которые чувствительны к высокой температуре и влаге. Однако перевязочный материал, белье, жидкости не подлежат плазменной стерилизации.
Минимальное время обработки в плазменном стерилизаторе – от 35 минут, рабочая температура – 36-60°С. Одно из основных преимуществ этого метода – отсутствие токсичных отходов, образуются только кислород и водный пар. Плазменная стерилизация уничтожает все формы и виды микроорганизмов.

Плазма образуется под воздействием сильного электромагнитного излучения в атмосфере паров перекиси водорода. В вакуумную камеру на специальные стеллажи закладываются медицинские изделия. Под действием электромагнитного поля возникает также ультрафиолетовое излучение.

Плазменные стерилизаторы – перспективное оборудование, но для большинства российских медицинских учреждений слишком дорогостоящее.

Оборудование для стерилизации

Современное оборудование для стерилизации бывает различных типов и видов.
Для термочувствительных медицинских изделий, таких как эндоскопы, катетеры, микрохирургический инструмент и т.д. применяются установки для стерилизации при помощи низкотемпературных методов. Для стерилизации обычных изделий применяются автоклавы или инфракрасные шкафы.

Автоклав

Автоклав представляет собой установку для стерилизации паром под давлением. Он используется как для обеззараживания нечувствительных к температуре и влажности медицинских инструментов, так и для обработки халатов, перчаток, перевязочного материала.

Сухожаровой шкаф

Стерилизация в сухожаровом шкафу происходит при помощи циркуляции внутри него горячего воздуха. Это оборудование используется для термической стерилизации медицинских инструментов. Преимущество сухожаровых шкафов в том, что инструменты при обработке остаются сухими, благодаря чему не создается риск возникновения коррозии.

В настоящее время все большей популярностью пользуются полностью автоматические стерилизационные приборы. Они оснащаются микропроцессором с несколькими программами стерилизации, которые можно при необходимости перепрограммировать под свои нужды.

Оборудование для стерилизации выпускается двух типов: встроенное в стену и свободной установки.

Габариты стерилизационных установок также бывают различны. В настоящее время существуют стерилизаторы с объемом стерилизационных камер от 10 до 100 литров.

Преимущества и недостатки различных методов стерилизации

Метод

Преимущества

Недостатки

Паровая стерилизация

Наиболее распространенный метод стерилизации в стационарах.

Короткая экспозиция.

Не обладает токсичностью.
Низкая стоимость.

Не требует аэрации. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов.

Качество стерилизации может быть нарушено при неполном удалении воздуха, повышенной влажности материалов и плохом качестве пара.
Могут повреждаться изделия, чувствительные к действию температуры и влажности.

Воздушная стерилизация

Низкие коррозийные свойства.
Глубокое проникновение в материал.

Безопасен для окружающей среды. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов. Не требует аэрации.

Длительная экспозиция.
Очень высокая энергопотребляемость.
Могут повреждаться термочувствительные изделия.

Стерилизация окисью этилена

Проникновение в упаковочные материалы и пластиковые пакеты.

Прост в обращении и контроле.

Требуется время для аэрации.
Маленький размер стерилизационной камеры. Окись этилена токсична, является вероятным канцерогеном, легко воспламеняется. Сравнительная дороговизна оборудования и расходных материалов.

Стерилизация плазмой перекиси водорода

Низкотемпературный режим.

Не требует аэрации.
Безопасен для окружающей среды и персонала.
Конечные продукты нетоксичны.
Прост в обращении, работе и контроле.

Нельзя стерилизовать бумажные изделия, белье и растворы. Сравнительная дороговизна оборудования и расходных материалов.

Стерилизация парами раствора формальдегида

Пожаро- и взрывобезопасен.
Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов.

Необходимость отмывания поверхности от остатков формальдегида.
Обладает токсичностью и аллергенностью.
Длительная экспозиция.
Длительная процедура удаления формальдегида после стерилизации.

Устройство и работа ЦСО

интернет

Все изделия, поступающие в ЦСО, проходят несколько этапов технологической цепочки: прием и разборка, предстерилизационная обработка на различных типах оборудования, либо вручную, контроль качества обработки, комплектование и упаковка, непосредственно стерилизация и выдача (доставка) в клинические отделения.

Планировка ЦСО должна обеспечить достаточный набор производственных помещений для выполнения всех технологических операций. В типовых проектах больниц предусмотрены ЦСО из расчета площадей 0,14 кв.м. на одну койку. В то же время зарубежные проекты предусматривают 0,5 - 0,7 кв. м. на одну койку в зависимости от количества коек и профиля лечебного учреждения. Скорее всего, они правы.

В соответствии с существующими нормативно-методическими документами, ЦСО должно располагать набором помещений, которые разделяются на 2 зоны: нестерильную и стерильную. Это положение нуждается в корректировке. Современное центральное стерилизационное отделение должно иметь 3 зоны: "грязную", "чистую" и "стерильную".

"Грязная" зона - это помещения, в которых находится использованный инструментарий и материалы; представлены комнатой для приема материала в контейнерах из отделений и двумя моечными помещениями - одно для непосредственно инструментов и материалов, а другое - для транспортных тележек, на которых осуществляется перевозка контейнеров по лечебному учреждению. "Грязная" зона сообщается с "чистой" только через моечные автоматы проходного типа и посредством закрывающегося передаточного окна (для передачи инструментов, вымытых, продезинфицированных и высушенных вручную). В состав "грязной" зоны целесообразно включить гардероб для верхней одежды и санузлы общего пользования.

"Чистая" зона - это те помещения, что расположены непосредственно за мойками. Там находятся инструменты и материалы уже чистые, но еще не стерильные. К этим помещениям относятся комнаты упаковки и подготовки к стерилизации инструментов, подготовки и упаковки текстиля, изготовления перевязочных материалов, различные складские помещения и комнаты для персонала, одетого в спецодежду (халаты, головные уборы, специальная обувь). Вход в "чистую" зону осуществляется через санпропускник.

"Стерильная" зона - это, собственно, склад стерильного материала. Он отделен от "чистой" зоны проходными стерилизаторами. Это помещение особой чистоты, куда вход разрешен только через санпропускник, строго ограниченному персоналу, в специальной одежде, к примеру, обязательно в масках.

Предусматриваются также служебные помещения, изолированные от функциональных. Это коридоры, канцелярия, комната персонала, не одетого в спецодежду, комната подготовки воды и др.

Помещения необходимо распланировать таким образом, чтобы потоки грязных, чистых и стерильных материалов и инструментов не пересекались.

- "грязная" зона;

- "чистая" зона;

- "стерильная" зона;

Вспомогательные помещения.

1

- маршрут материалов и инструментов, подлежащих стерилизации - "длинный круг".

2

Маршрут транспортных тележек - "короткий круг".

Типовая схема устройства Центрального стерилизационного отделения ЛПУ.

ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ

Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и ле­чении различных заболеваний. Для борьбы с микробами ис­пользуют методы асептики, антисептики, дезинфекции и анти­микробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.

Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ

Введение. Асептика - система мероприятий, предупрежда­ющих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при ле­чебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроор­ганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предус­матривает соблюдение особых санитарно-гигиенических пра­вил и приемов работы, а также специальную обработку инстру­ментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стери­лизация) уничтожения микробов.

Антисептика - комплекс лечебно-профилактических меро­приятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.

Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основ­ные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения прак­тической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.

Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей сре­ды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (за­грязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.

▲ План

▲ Программа

1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.

2. Антимикробное действие физических и химических факторов.

3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.

4. Методы контроля эффективности стерилизации, дей­ствия антисептических и дезинфицирующих веществ.

Демонстрация

1. Аппаратура, используемая при стерилизации: авто­клав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.

А Задание студентам

1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактери­альными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.

2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную па­лочку.

3. Учесть результаты опытов, поставленных для опреде­ления антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.

Методические указания

Методы стерилизации

I. Физические методы. Воздействие высоких темпе­ратур. Высокая температура обладает микробицидным действи­ем благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.

Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой тем­пературе требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пи­петки и др.).

Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерили­зации, который широко применяют не только в микробиоло­гической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и со­блюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной тем­пературой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кисло­ту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный матери­ал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала про­изводят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).

Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и про­должительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)

0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30

1 121 15-20 1,5 127 15-20

Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он приме­няется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдер­живает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания приме­няют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют мате­риал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.

Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).

Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-

Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериоло­гических петель, препаровальных игл, пинцетов.

Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для сте­рилизации одноразовых медицинских инструментов и бактери­ологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования мик­робов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.

И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабо­раторной практике широко применяют бумажные и полимер­ные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, стро­го откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование ис­пользуют для стерилизации жидких материалов, не выдержива­ющих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.

III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным дей­ствием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Хи­мическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использо­вания, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизу­ющим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.

Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроор­ганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эф­фективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-хими­ческие индикаторы - вещества, которые претерпевают види-

мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.

Методы дезинфекции

Для дезинфекции применяют физические и химические ме­тоды.

I. Физические методы. Воздействие высоких темпера­
тур.

Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструмента­рий, предметные и покровные стекла и некоторые другие пред­меты помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипяче­ния к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении не­которые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бакте­рий сохраняют жизнеспособность.

Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бакте­риальных спор. Нагревание материала производится при тем­пературе 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим бы­стрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафи­олетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэто­му УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтоже­ния микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обыч­но используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воз­духа в медицинских учреждениях, микробиологических лабо­раториях и т.д.

Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным дей­ствием на большинство микроорганизмов, включая вегетатив­ные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, виру­сы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и меди­цинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.

II. Химические методы. Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото­
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со­
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10 % раствор двутретьеосновной соли гипо-

Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зави­сят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не прони­кают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.

Методы антисептики

В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное дей­ствие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые рас­творы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные ве­щества добавляют также к материалам, используемым при из­готовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.

Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипя­чению; контрольные пробирки никакому воздействию не под­вергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.

Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуе­мых образцов (или смывов с поверхности крупных инструмен­тов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.

Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) сус­пензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать

при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.

Определение антимикробного действия антисептических и дез­инфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим со­держанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контроль­ные пробы действию химических веществ не подвергать. От­метить результат поставленного опыта и сделать заключение.

2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой ста­филококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии ис­следуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бак­терий, образующихся вокруг дисков.

Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ

Введение. Антимикробные препараты (природные и синте­тические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необ­ходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказываю­щего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Ши­рокое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (поли­резистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.

▲ Программа

1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.

2. Оценка действия на бактерии антимикробных пре­паратов методом дисков.

3. Определение минимальной ингибирующей концент­рации (МИК) антимикробных препаратов методом се­рийных разведений.

А. Демонстрация

1. Антимикробные препараты различных групп.

2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антими­кробными препаратами, для определения чувствитель­ности к ним бактерий.

3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важней­ших групп антибиотиков и механизмы их антибакте­риального действия.

Задание студентам

1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.

2. По результатам поставленного опыта определить ми­нимальную ингибирующую концентрацию пеницил­лина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.

Методические указания

Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Дан­ный метод применяют для определения минимальной подав­ляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бак­терий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовле­ния серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питатель­ной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плот­ности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль куль­туры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подав­ляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.

шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.

Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чув­ствительности, осуществляют на основании критериев, приве­денных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях пре­парата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при ис­пользовании средних терапевтических доз антибиотиков. К уме­ренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не по­давляется препаратом в концентрациях, создаваемых в орга­низме при использовании максимально допустимых доз.

Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений

Антибиотик	МПК (мкг/мл)
	чувстви-	промежу-	устой-
	тельные	точные	чивые
	(S)	(D	(R)
Пенициллины
Бензилпенициллин:
для стафилококков	£0,12	-	>0,25
для других бактерий	<1,5		>1,5
Оксациллин
для Staphylococcus aureus	<2	-	>4
для других видов стафилококков	<0,25	-	>0,5
Метициллин	<2	-	>4
Ампициллин:
для стафилококков	<0,25	-	>0,5
для E.coli и других энтеробактерий	<8		>32
Карбенициллин:
для E.coli и других энтеробактерий	<16		>64
для Pseudomonas aeruginosa	<128		>512
Пиперрациллин
для E.coli и других энтеробактерий	<16		>64
для Pseudomonas aeruginosa	>64	-	>182
Азлоциллин	<64	-	>128
Цефалоспорины
Цефазолин	<8		>32
Цефалотин	<8		>32
Цефаклор	<8		>32
Цефалексин	<8		>32
Цефуроксим	<8		>32

Продолжение

промежу­точные (D

Цефамандол		<8		>32
Цефотаксим		<8	16-32	>64
Цефтриаксон		<8	16-32	>64
Цефоперазон		<16		>64
Цефтазидим		<8		>32
Цефепим	Новые бета	<8 -лактамы		>32
Имипенем		<4		>16
Меропенем		<4		>16
	Хинолоны
Налидиксовая кислота	SI6	-	>32
Ципрофлоксацин		<1		>4
Офлоксацин		<2		>8
Норфлоксацин		<4 юзиды		>16
	Аминогли
Канамицин		<16		>64
Гентамицин		<4		>16
Тобрамицин		<4		>16
Амикацин		<16		>64
Нетилмицин		<8		>32
Тетрациклины,макролиды, линкозамиды
Тетрациклин		<2	4-8	>16
Доксициклин		<4		>16
Эритромицин		50,5	1-4	>8
Азитромицин		<2		>8
Кларитромицин		<2		>8
Алеандомицин		<2		>8
Линкомицин		<2		>8
Клиндамицин		<0,25	0,5	>1
	Антибиотики других групп
Хлорамфеникол (лев	омицетин)	<8		>32
Фузидиевая кислота		<2	4-8	>16
Рифампицин		<2		>8
Полимиксин		<50 ЕД/мл		>50 ЕД/мл
Ванкомицин		<4	8-16	S32
Фурадонин		<32		>128

Микротест-системы для определения чувствительности к ан­тимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Опреде­ляют чувствительность исследуемой культуры к двум концент­рациям каждого антибиотика: средней терапевтической и мак­симальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и го­товят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разлива­ют в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки ис­следования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в при­сутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма при­водит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельнос­ти микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.

Определение клинической чувствительности бактерий к анти­микробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание пре­парата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патоген­ных бактерий. Название препарата и его количество обозначе­но на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержа­щую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засе­вают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятст­вующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверх­ность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку поме­щают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне рав­номерного бактериального газона вокруг дисков образуются

Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет резуль­татов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавле­ния роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствитель­ности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.

Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)

Пенициллины

Бензилпенициллин:
при испытании стафилококков	£20	21-	-28	>29
при испытании других бактерий	£10	11-	-16	£17
Ампициллин:
при испытании стафилококков	<20	21-	-28	£29
при испытании грамотрицатель-
ных бактерий и энтерококков	<9	10-	-13	>14
Карбенициллин (25 мкг)	£14	15-	-18	>19
Карбенициллин (100 мкг) при
испытании P. aeruginosa	£11	12-	-14	£15
Метициллин	£13	14-	-18	>19
Оксациллин (10 мкг)	$15	16-	-19	£20
Азлоциллин (для P.aeruginosa)	£13	14-	-16	£16
Пиперациллин (для P.aeruginosa)	<17			>18
Азтреонам	<15	16-	-21	£22

Цефалоспорины

Продолжение

Антибиотик	Диаметр	зоны задержки роста
		(мм)
	чувстви-	промежу-	устой-
	тельные	точные	чивые
	(S)	(D	(R)
Новые бета-лактамы
Имипенем* <13	14-15	>16
Меропенем* <13	14-15	>16
Хинолоны
Ципрофлоксацин <15	16-20	>21
Офлоксацин <12	13-16	>17
Налидиксовая кислота* <12	13-17	>18
Аминогликозиды
Стрептомицин <16	17-19	>20
Канамицин <14	15-18	>19
Гентамицин £15	-	>16
Сизомицин <15	-	>16
Тобрамицин <14	-	>15
Амикацин <14	15-16	>17
Нетилмицин <12	13-14	>15
Тетрациклины, макролиды, линкозамиды
Тетрациклин <16	17-20	>22
Доксициклин <15	16-19	>20
Эритромицин <17	18-21	>22
Азитромицин <13	14-17	>18
Рокситромицин* <14	15-18	>19
Кларитромицин* £13	14-17	>18
Линкомицин <19	20-23	£24
Клиндамицин £14	15-20	>21
Олеандомицин £16	17-20	>21
Антибиотики других групп
Хлорамфеникол <15	16-18	>19
Фузидиевая кислота <16	17-20	>21
Рифампицин <12	13-15	>16
Полимиксин <11	12-14	>15
Ванкомицин:
для стафилококков <11	-	>12
для энтерококков <14	15-16	>17
Ристомицин <9	10-11	>12
Фурадонин £15	16-18	>19
Фурагин £15	16-18	>19

*Предварительные данные.

Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорас­тущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно просто­го состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей ве­ществ, способных снижать активность антибиотиков или пре­пятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.

Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех мед­ленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (My­cobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определе­нии чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Ne­isseria spp., определенные виды стрептококков), следует исполь­зовать специальные питательные среды и дополнительные кри­терии при интерпретации полученных результатов.

Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибио­тикам (полимиксин, ристомицин).

Количественное определение чувствительности бактерий к ан­тимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представ­ляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий оп­ределять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стан­дартные полимерные полоски, приготовленные по специаль­ной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизован­ные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерыв­ного градиента концентрации. На другой стороне полоски

Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов мето­дом серийных разведений

Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении по­лоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствую­щего шкале. Процедура определения чувствительности с помо­щью Е-теста осуществляется аналогично тестированию мето­дом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образу­ется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные кри­терии (табл. 7.2.3).

ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

Введение. Экология микроорганизмов является разделом об­щей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных био­топах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных био­ценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания чело­века, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.

Санитарно-бактериологические исследования лежат в осно­ве практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объ­ектом изучения медицинской микробиологии является нор­мальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболоч­ках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микро­флора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созре­вание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда ви­таминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.

Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, харак­тера питания и др. Кроме того, колебания в составе микро­флоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, преж­де всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка ка­чественного и количественного состава микрофлоры орга­низма человека по определенным показателям позволяет вы­явить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним по­следствия.

Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ

ж Программа

1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.

2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их зна­чение.

3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.

4. Методы определения микробного числа воздуха.

5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.

А Демонстрация

1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.

2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.

3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).

а Задание студентам

1. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.

2. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воздуха по результатам определения микроб­ного числа.

3. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния почвы по результатам определения микроб­ного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.

4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.

▲ Методические указания

Микробиологические методы исследования окружающей среды

Для оценки санитарно-гигиенического состояния различ­ных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, це­левое назначение которых состоит в определении эпидемичес­кой опасности. Однако прямое обнаружение патогенных мик­робов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде все­го низкой концентрацией данных микробов, которые, как пра­вило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвен­ные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).

Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов

Объект	Характер загрязнения	Санитарно-показательные бактерии
Вода	Фекальное	Бактерии группы кишечных па­лочек Escherichia coli, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterococ-cus faecalis
Почва	То же	Те же бактерии и клостридии {Clostridium perfringens, CI. sporo-genes и др.)
	Промышленно-быто-	Термофильные бактерии, Proteus
	вые (разлагающиеся отбросы)	vulgaris
Пищевые	Фекальное
продукты		лочек S. faecalis, P. vulgaris
	Орально-капельное	Staphylococcus aureus
Предметы	Фекальное	Бактерии группы кишечных па-
обихода		лочек, P. vulgaris, E. faecalis
	Орально-капельное	S. aureus
Воздух	То же	S. aureus, S. pyogenes
Вода,	Промышленное	Производственные штаммы мик-
почва,		робов
воздух

Санитарно-показательными микробами, свидетельствующи­ми о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бак­терии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным по­казателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно дав­нее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных раз­множаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличе­ние количества этих бактерий может свидетельствовать о за­грязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.

Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП

Escherichia Смесь + - +

coli кислот

Citrobacter То же + - р + +

freundii

Enterobacter Бутан- - + - + +

aerogenes диол

Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - от­рицательная реакция, р - различные реакции.

Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаруже­ние этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетель­ствует о гнилостном распаде.

Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзит­ными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капелька­ми слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемо­литических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и явля­ющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Sta­phylococcus aureus является факультативным обитателем носо­глотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присут­ствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одно­временное обнаружение золотистого стафилококка и гемоли­тических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.

Санитарно-бактериологическое исследование воды

Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-

Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают па­раллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глу­бине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.

Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обна­руживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л во­ды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.

Метод титрования. Производят посев различных объ­емов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, инди­катор Андреде и поплавок), причем для посевов больших ко­личеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.

Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объ­емах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб произво­дят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семей­ства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бак­терий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.

Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мем­бранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной

Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды

Коли-титр

из 3 объ­емов по 100 мл

водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окра­шивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтро­вальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.

Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)

Норматив

Показатель

Число микробов в 1 мл воды, не более 100

Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3

(коли-индекс), не более

Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-крат­ные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-

Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифферен­циальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифици­руют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки обра­зуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.

Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.

Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.

Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристалличес­кий фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.

Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % пита­тельного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.

При определении индекса E.faecalis пользуются статистичес­кими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропус­кают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных диф­ференциально-диагностических сред.

Санитарно-бактериологическое исследование воздуха

Определение микробного числа воздуха. Количественные ми­кробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильт­рации.

Седиментационный метод. Две чашки Петри с пита­тельным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чис­тым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.

Аспирационный метод. Это более точный количест­венный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.

Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования

При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микро­организмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:

а х 1000 х ~ у

где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .

При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептокок­ков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выбо­рочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.

Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолето­вым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолето­вый (1:50 000).

Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).

Для исследования воздуха могут применяться и другие при­боры (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-

Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воз­духа пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.

При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредствен­ное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутриболь­ничных инфекций стафилококковой этиологии проводят ис­следования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определя­ют идентичность стафилококков, выделенных из объектов ок­ружающей среды, а также от больных и обслуживающего пер­сонала. Нормативные показатели микробного числа и содер­жания Staphylococcus aureus, Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница

Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 17 страница

Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 18 страница

Методы стерилизации

СТЕРИЛИЗАЦИЯ. ЦСО.

Стерилизация – это уничтожение вегетативных и споровых форм микроорганизмов в стерилизуемом материале.

Стерилизации подвергаются все изделия, соприкасающиеся с раневой поверхностью, контактирующие с кровью или инъекционными препаратами, и отдельные виды медицинских инструментов, которые в процессе эксплуатации соприкасаются со слизистыми оболочками и могут вызвать их повреждения.

Применение методов стерилизации ИМН в медицинских организациях, разрешенных к настоящему моменту в РФ, справедливо лишь при использовании оборудования и средств, зарегистрированных в установленном порядке, при наличии режимов стерилизации, разработанных для изделий конкретных типов.

Методы стерилизации

Физические методы : паровой, воздушный, радиационный (лучевой – гамма-лучи и бетта-излучение), ультразвуковой, лучистой энергией оптического диапазона (инфракрасное излучение, видимое и ультрафиолетовое), плазменный (холодная плазма, возникающая в парах пероксида водорода в электромагнитном поле СВЧ), гласперленовый (использование нагретых стеклянных шариков).

Химические методы : применение растворов химических веществ, обладающих широким антимикробным спектром, и газов.

Ни один из этих методов не является универсальным, каждый из них обладает определенными преимуществами и недостатками.

Паровой метод (автоклавирование) обеспечивается паровыми стерилизаторами (рис. 6) различных габаритов с разной степенью автоматизации.

Рис. 6

1-й режим : температура – 132 0 С, давление – 2 атм., время – 20".

Первый режим (основной) предназначен для стерилизации изделий из бязи, марли (перевязочного материала, белья и т.д.), стекла, изделий из коррозионностойкого металла.

2-й режим: температура – 120 0 С, давление – 1,1 атм., время – 45".

Все изделия, стерилизуемые паром под давлением, предварительно помещают в специальную упаковку – стерилизационные коробки (биксы или контейнеры) с фильтром или без фильтров (рис. 7), упаковки из двухслойной х/б ткани или крафт-пакеты и маркируют. Чтобы пар хорошо проникал в различные точки стерилизационной камеры, важно соблюдать нормы загрузки как стерилизатора, так и биксов. Сроки сохранения стерильности зависят от упаковки. Биксы без фильтра хранятся 3 суток, с фильтром – 20 суток. Упаковки из двухслойной х/б ткани или крафт-пакеты хранятся до 3 суток в стерильных условиях.

Рис. 7

Преимущества метода : благодаря стерилизации изделий в упаковке уменьшается возможность повторного обсеменения микроорганизмами (реконтаминации) простерилизованных изделий в процессе транспортировки. Метод надежен, нетоксичен, обладает щадящим действием на стерилизуемый материал.

Недостатки : увлажнение стерилизуемых изделий, коррозия металлических изделий, что ухудшает условия хранения и увеличивает возможность повторного обсеменения при хранении.

Работать с этой стерилизующей аппаратурой имеют право только медицинские работники, прошедшие специальный курс обучения и имеющие соответствующий документ.

Воздушный метод стерилизации рекомендуется для изделий из металла и стекла. Стерилизации подвергаются сухие изделия в упаковках из бумаги мешочной непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной, бумаги для упаковывания продукции на автоматах марки «Е» или без упаковки (в открытых емкостях). Изделия, простерилизованные в бумаге, могут храниться 3 суток; изделия, простерилизованные без бумаги, должны быть использованы непосредственно после стерилизации. Чаще используют два режима стерилизации:

1-й режим : температура – 180 0 С, время – 60";

2-й режим : температура – 160 0 С, время – 150".

Эффективность этого метода стерилизации обеспечивается равномерным проникновением горячего воздуха к стерилизуемым изделиям, которое достигается принудительной вентиляцией воздуха в камере и соблюдением норм загрузки.

Преимущества : при стерилизации воздушным методом не происходит увлажнения изделий и упаковки, что исключает коррозию металлов и ведет к снижению риска реконтаминации при хранении.

Недостатки : медленное и неравномерное прогревание изделий, необходимость использования более высоких температур, невозможность стерилизации изделий из резины и полимеров, а также возможность реконтаминации при транспортировке изделий.

И паровой, и воздушный методы стерилизации являются экологически чистыми.

Порядок работы на воздушных стерилизаторах (сухожаровые шкафы)

2. Нагревание.

3. Стерилизация: отсчет времени стерилизации начинают от достижения нужной температуры стерилизации до истечения срока экспозиции.

4. Охлаждение до 40-50 0 С.

5. Выемка изделий.

Рис. 8

Плазменный метод пока не получил широкого распространения ввиду отсутствия выпуска таких стерилизаторов и расходных материалов к ним отечественной промышленностью. Однако метод дает обнадеживающие результаты благодаря:

Малой экспозиции стерилизации;

Полному отсутствию вредности;

Гарантированному качеству стерилизации, т.к. проводится в специальном аппарате с системой автоматического программного управления, с постоянным контролем соблюдения критических параметров стерилизации и блокировкой от ошибок, автоматическим документированием процесса стерилизации. Стерилизаторы серии «Sterrad» (компания «Джонсон и Джонсон» США) удовлетворяют всем этим требованиям; однако их широкое внедрение тормозится высокими ценами, недоступными широкому здравоохранению.

Стерилизация инфракрасным излучением –новый метод стерилизации – импульсный термодинамический на основе ИК-излучения от источника – светоизлучающей лампы с мощными кратковременными импульсами. При лучистом теплообмене время стерилизации составляет от 1 до 12 минут, а фаза выхода на режим – менее 15 секунд. Лучистый способ идеален для высокотемпературной импульсной стерилизации металлических инструментов, обеспечивает максимальную сохранность свойств режущего инструмента, прост в обращении и обслуживании. Стерилизация инструментов проводится в открытом виде, в автоматическом режиме. При нарушении заданных параметров срабатывает световая и звуковая сигнализация. Учитывая стерилизацию изделий без упаковки, стерилизатор может быть приближен к месту использования инструментов, что делает его незаменимым при отсутствии оборотных запасов инструментов, при необходимости быстрой стерилизации в условиях многократного их использования, отсутствия специальных условий длительного хранения, при невозможности сдачи инструментов в ЦСО.

Гласперленовый метод –стерилизация ИМН проводится в гласперленовых стерилизаторах при температуре 190-240 0 С. Целиком простерилизовать в них можно лишь мелкие, полностью размещающиеся в среде нагретых стеклянных шариков цельнометаллические изделия в неупакованном виде. Кроме того, производителями зарубежных гласперленовых стерилизаторов указывается неоправданно короткое время выдержки – 5-15 секунд. Стерилизация более крупных инструментов не обеспечивается даже за 3 минуты. Химические и бактериологические средства контроля работы этих стерилизаторов отсутствуют.

Химический метод (растворы химических веществ). В последние годы значительно расширена номенклатура химических средств в виде растворов. Для стерилизации, осуществляемой за относительно короткое время (60-75"), в РФ рекомендованы кислород- и хлорсодержащие средства, в большинстве случаев эффективные при комнатной температуре, либо альдегидсодержащие средства, время выдержки в которых сокращено за счет повышения температуры до 40-50 0 С.

Представляют интерес такие технологии, как проведение стерилизации с использованием электрохимических активированных растворов (анолитов). Преимущества метода заключаются в возможности получать раствор непосредственно в МО из питьевой воды и поваренной соли. Недостатком этих средств является их повреждающее действие на изделия из коррозионнонестойких металлов.

Из кислородсодержащих чаще всего используется 6% раствор перекиси водорода, обладающий выраженным обеспложивающим свойством. Для стерилизации применяют способ полного погружения в раствор изделий из полимеров, резины, стекла и коррозионно-стойких металлов; экспозиция – 360" при 18 0 С. По окончании срока экспозиции изделия промывают двукратно стерильной дистиллированной водой и переносят в стерильные контейнеры, например, стерилизационные коробки, выс­тланные стерильной простыней (полотенцем), и плотно закрывают (срок стерильности – 3 суток) или выкладывают на стерильный инструментальный стол для использования в течение 6 часов.

Преимущества : повсеместная доступность и легкость исполнения.

Недостатки : стерилизация без упаковки, необходимость промывания и, как следствие, возможность реконтаминации.

Для стерилизации изделий медицинского назначения химическим методом можно использовать растворы других химических веществ, разрешенных к использованию МЗ РФ.

Химический метод (газовый). Стерилизация ИМН газовым методом с применением окиси этилена и формальдегида в РФ используется крайне мало, поскольку аппараты с указанным принципом действия в России не выпускаются, а зарубежные газовые стерилизаторы стоят дорого. Кроме того, время стерилизации составляет несколько часов, после чего необходимо удаление с изделий остатков примененного средства. При этом дегазация в ряде случаев требует наличия специальных аэраторов и занимает ощутимое время.